Jak przygotować skład podłoża?

Skład podłoża: pepton 1%, ekstrakt wołowy 0,3n/’o, sacharoza 2%, chlorek sodowy 4%, agar 1,5%. Na 100 ml podłoża dodaje się 0,2 ml teepol lub 0,02 g siarczanu laurylosodowego i 0,004 g błękitu bromotymolowego. Kolonie V. parahaemolyticus na tym podłożu są okrągłe, z zielonym lub niebieskim środkiem. Kolonie V. alginolyticus są zwykle większe, barwy żółtej.

Bardziej selektywne jest podłoże TCBS o składzie: 0,5% peptonu, 1% chlorku sodowego, 1% cytrynianu sodowego, 1% tiosiarczanu sodowego, 2% sacharozy, 0,5% cholanu sodowego, 0,5% żółci wołowej, 1,5% agaru, 0,004% błękitu tymolowego i 0,04u/o błękitu bromotymolowego. pH – 8,6. Hamuje ono wzrost drobnoustrojów Gram-dodatnich, a także Proteus i większości innych Enterobacteriaceae. Nadaje się również do izolacji Vibrio chole- rae.

Do izolowania Vibrio z prób żywności, z kału ozdrowieńców lub od nosicieli konieczne jest stosowanie płynnych podłoży na- mnażających. Sakazaki poleca bulion z kolistyną o składzie: 0,3u/o ekstraktu drożdżowego, 1% peptonu, 2% chlorku sodowego i 500 jednostek metanosiarczanu kolistyny/ml lub też bulion z chlorkiem sodowym wg Akiyama i wsp. [42], który zawiera 1% peptonu, 0,3% ekstraktu wołowego, 2% chlorku sodowego, 0,4% teepo- lu, 0,5% glukozy i 0,0002% fioletu metylowego pH 9,2.

Podejrzane kolonie wyizolowane ze stałych podłoży sprawdza się na wytwarzanie oksydazy, wytwarzanie indolu, acetylomety- lokarbinolu i H2S. Przeprowadzając te testy trzeba dodać do podłoży 2-3% NaCl.

parahaemolyticus wytwarza oksydazę, katalazę, indol. Nie tworzy acetylometylokarbinolu (VP-). Na podłożu Kliglera nie tworzy H2S ani gazu. Słupek jest żółty, skos czerwony.

Leave a reply

You may use these HTML tags and attributes: <a href="" title=""> <abbr title=""> <acronym title=""> <b> <blockquote cite=""> <cite> <code> <del datetime=""> <em> <i> <q cite=""> <s> <strike> <strong>